dr inż. Joanna Żebrowska
Zakład Higieny Weterynaryjnej w Olsztynie
dr hab. Dorota Witkowska, prof. UWM
Uniwersytet Warmińsko-Mazurski w Olsztynie, Katedra Higieny Zwierząt i Środowiska
Zapewnienie jakości mikrobiologicznej produktów pochodzenia zwierzęcego, w tym mięsa drobiowego i jaj, jest ważnym aspektem bezpieczeństwa żywnościowego. Nieprzestrzeganie zasad higieny i bioasekuracji oraz niewystarczający monitoring zagrożeń mikrobiologicznych na fermach drobiu są głównymi czynnikami przyczyniającymi się do różnego rodzaju infekcji bakteryjnych u ptaków, powodując jednocześnie znaczne straty ekonomiczne w przemyśle drobiarskim (Akhi i in., 2019). Według Herve i in. (2017) mięso drobiowe, choć bogate w wartości odżywcze, jest dość często zanieczyszczone wieloopornymi drobnoustrojami, w tym Gram-dodatnimi ziarniakami z rodzaju Staphylococcus.
Staphylococcus aureus (S. aureus) jest dobrze znanym drobnoustrojem oportunistycznym, szeroko występującym u wielu żywicieli, w tym u ludzi i zwierząt (Wang i in., 2017). Uważa się, że gronkowce odpowiedzialne są za wiele złożonych infekcji, począwszy od infekcji skóry, jak na przykład kontaktowe zapalenia skóry poduszki stopy u drobiu (Hasman i in., 2010), po zapalenia ścięgien, kości, szpiku oraz dyschondroplazji (Vanamala i in., 2021). Ponadto, bakterie te powszechnie znajdują się w środowisku oraz produktach pochodzenia zwierzęcego, skąd mogą przedostać się do łańcucha pokarmowego podczas przetwarzania, przygotowywania, pakowania, mielenia i przechowywania produktu. Jak podają Wang i in. (2017) patogenność S. aureus związana jest z różnymi czynnikami wirulencji. Termostabilne enterotoksyny gronkowcowe wytwarzane przez enterotoksyczne szczepy S. aureus, uważane są za jedne z głównych globalnych przyczyn zatruć pokarmowych u ludzi. Obecnie opisano 23 rodzaje enterotoksyn. Pięć najlepiej przebadanych to: SEA, SEB, SEC, SED i SEE. Ponadto enterotoksyny gronkowcowe zachowują aktywność w żywności zanieczyszczonej S. aureus ze względu na ich wysoką stabilność termiczną, tolerancję na denaturację białek, aktywność enzymów proteolitycznych, zamrażanie, suszenie oraz niskie pH (Abolghait i in., 2020, Igbinosa i in., 2023). Powszechnie wiadomo, że szerokie stosowanie antybiotyków, m.in. na fermach drobiu, powoduje znaczny wzrost występowania szczepów wieloopornych (MDR – z ang. Multidrug Resistant), a w szczególności Staphylococcus aureus opornych na metycylinę (MRSA – z ang. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus). MRSA są to szczepy oporne na wszystkie antybiotyki β-laktamowe – główna grupa antybiotyków stosowanych przeciwko Staphylococcus aureus. Szczepy te najczęściej rozwijają oporność dzięki plazmidom penicylinazy/β-laktamazy. Posiadanie β-laktamaz jest głównym mechanizmem oporności na penicyliny i cefalosporyny, które są najtańszymi, najłatwiejszymi w produkcji i najskuteczniejszymi grupami antybiotyków (Pugazhendhi i in., 2020). β-laktamaza inaktywuje antybiotyki β-laktamowe (penicylinę) poprzez rozszczepienie pierścienia β-laktamowego. Z kolei wankomycyna uznawana jest za antybiotyk z wyboru przeciwko Staphylococcus aureus, gdy antybiotyki β-laktamowe są nieskuteczne. Początkowo w leczeniu infekcji wywołanych gronkowcami zaczęto stosować penicylinę, co spowodowało w ciągu dwóch lat wzrost oporności tych bakterii na ten antybiotyk (o około 80%). Następnie wprowadzono na rynek metycylinę, która jest odporna na degradację przez enzym – penicylinazę. Jednak oporność na ten antybiotyk pojawiła się również, gdy tylko został on zastosowany w leczeniu infekcji, co stało się istotnym problemem od 1960 r. (Vanamala i in., 2021). Wyróżnia się dwa typy antybiotykooporności: wrodzoną oraz nabytą. Oporność wrodzona drobnoustrojów uwarunkowana jest strukturą komórki, co uniemożliwia wniknięcie antybiotyku do jej wnętrza. Z kolei nabywanie antybiotykoodporności może odbywać się na drodze transformacji, koniugacji oraz transdukcji (Śliżewska i in., 2006). Według Szafraniec i in. (2022) gronkowce wykształciły mechanizmy fagocytozy przez komórki jednojądrzaste i heterofile, dzięki czemu mogą przetrwać w gospodarzu i tworzyć rezerwuar dla nawracających się infekcji. Ponadto wysoki poziom oporności na metycylinę u S. aureus jest spowodowany obecnością genu mecA, który koduje alternatywne białko wiążące (Teramoto i in., 2016).
Obecnie techniki oparte na biologii molekularnej oraz metody immunologiczne są ważnym narzędziem do badań zanieczyszczeń S. aureus (Wang i in., 2017). Wyniki badań opublikowane przez różnych autorów wskazują na obecność bakterii S. aureus w żywności. Jak już wcześniej wspomniano, te wielooporne bakterie mogą być łatwo przenoszone na ludzi poprzez żywność, co powoduje potencjalne infekcje, których późniejsze leczenie może być utrudnione poprzez ograniczoną dostępność działających środków przeciwdrobnoustrojowych. Według Buzón-Durán i in. (2017) w 2015 roku patogenne gronkowce były odpowiedzialne za 434 ognisk zatruć pokarmowych (9,9% ogółem) w 16 krajach członkowskich UE. Badania Kim i in. (2018) dotyczące częstości występowania S. aureus w mięsie pochodzącym od kurcząt brojlerów na terenie Korei wykazały obecność tych bakterii w około 47% przebadanych próbek. Nieco mniejszą ilość szczepów Staphylococcus aureus w próbkach mięsa drobiowego w Stanach Zjednoczonych wykazano w badaniach Teramoto i in. (2016). Łącznie wyizolowano 24 szczepy S. aureus z 96 próbek całych tuszek drobiowych, a częstość występowania tych bakterii wyniosła odpowiednio 25,0%, 14,29% i 33,3% w mięsie drobiowym pobranym z targowisk, z ekologicznych i konwencjonalnych supermarketów. Wyższy odsetek tych bakterii wykryto w jajach kurzych (84% izolatów) i w mięsie drobiowym (68%). W badaniach prowadzonych na fermach drobiu Akhi i in. (2019). stwierdzili 52% zanieczyszczenie odchodów drobiu tymi bakteriami. W Algierii szczepy bakterii S. aureus wyizolowano z 477 (56,8%) ferm drobiu, a częstość ich występowania w stadach kur hodowlanych, kur niosek, brojlerów i indyków wynosiła odpowiednio: 52,8%, 48,8%, 48,4% oraz 75,6% (Benrabia i in., 2020). Zgodnie z założeniami wyżej wspomnianych autorów, wszystkie izolaty MRSA były oporne na cefoksytynę, penicylinę G, amoksycylinę/kwas klawulanowy i oksacylinę.Stwierdzono również wysoki poziom oporności na tetracyklinę (82,5%), erytromycynę (70,6%), klindamycynę (68,6%) i cyprofloksacynę (50%). Prawie wszystkie izolaty były wrażliwe na wankomycynę (100%) oraz mupirocynę i rifampicynę (99,2%).
Ze względu na fakt, iż Staphylococcus aureus jest bakterią szeroko rozpowszechnioną w środowisku, istnieją przypadki stwierdzenia występowania opornych szczepów tych bakterii w ściółce dla drobiu (Amoako i in., 2019; Dhanarani i in., 2009). W badaniach Pugazhendhi i in. (2020) nad antybiotykoopornością szczepów S. aureus izolowanych ze ściółki wykazano, iż wszystkie izolaty były wysoce wrażliwe na oksacylinę i gentamycynę oraz całkowicie oporne na wankomycynę i penicylinę. Wyizolowane szczepy Staphylococcus aureus wykazywały aktywność β-laktamazy, która jest podstawą oporności na powszechnie stosowane antybiotyki β-laktamowe. Wang i in. (2017), w badaniach nad występowaniem oraz antybiotykoopornością szczepów S. aureus w żywności detalicznej pochodzącej z Chin stwierdzili, iż około 97,6% izolatów S. aureus było opornych na co najmniej jeden związek przeciwdrobnoustrojowy,
a 57,5% z nich opornych na wiele leków (MDR). Analiza wyników pokazała, że 9,9% surowego mięsa drobiowego była skażona szczepami S. aureus. Izolaty wyhodowane
z surowego mięsa (drobiowego i wołowego) wykazały wysoki poziom oporności na penicylinę, linezolid, a następnie tetracyklinę, cyprofloksacynę oraz chloramfenikol. 62,4% przebadanych próbek wykazała fenotyp MDR. Również w innych badaniach odnotowano zróżnicowaną częstość występowania szczepów S. aureus (MRSA) w mięsie detalicznym, np. 3,9%
w Michigan (Bhargava i in. 2011), 5% w Luizjanie (Pu i in., 2009) oraz 1% (Teramoto i in., 2016). Według danych EFSA (2020) w 2018 roku niewielka liczba krajów zgłosiła dane dotyczące występowania MRSA w żywności. Szczepy Staphylococcus aureus MRSA były zidentyfikowane w mięsie indyczym zaledwie w 3 krajach: Austrii, Niemczech i Holandii. Częstotliwość występowania MRSA w mięsie indyczym była stwierdzona od wysokiej do bardzo wysokiej (od 42,7% do 100%).
Ponadto w literaturze naukowej notowany jest wyższy odsetek szczepów S. aureus w mięsie indyczym niż w mięsie z kurcząt. Na przykład Bortolaia i in. (2016) w 2015 wykazali, że zarówno S. aureus, jak i szczepy MRSA występują częściej w mięsie indyczym (odpowiednio 19,4–77% i 32–50%) niż w mięsie kurcząt (odpowiednio 17,8–68% i 0,3– 25%). Podobne wyniki uzyskali Ribeiro i in. (2019), którzy przy wykorzystaniu metody metaanalitycznej, oszacowali łączną częstość występowania MRSA u kurcząt, indyków, mięsa z kurcząt i mięsa indyczego. Łączna częstość występowania MRSA u indyków, mięsa indyczego, brojlerów i mięsa z kurcząt wyniosła odpowiednio: 36%, 13%, 5% oraz 5%. Ameryka Południowa wykazała najwyższą częstość występowania MRSA (27%; 95% CI, 17% do 37%), a najniższą Ameryka Północna (1%; 95% CI, 0 do 2%).
W badaniach Mak i in. (2022) nad lekowrażliwością szczepów S. aureus w produkcji drobiarskiej wykazano występowanie 31,25% (n=120/384) gronkowców w analizowanych próbkach z fermy (40 izolatów),transportu (15), ubojni (30) oraz z punktu handlowego (35). Szczepy były oporne na tetracyklinę (61,7%), penicylinę (55,8%), erytromycynę (54,2%), klindamycynę (43,3%), doksycyklinę (36,7%), ampicylinę (34,17%), moksyfoksacynę (30,8%), amikacynę (30,83%), trimetoprim-sulfametoksazol (30,0%) i lewofoksacynę (23,3%), przy czym 100% izolatów było wrażliwych na tygecyklinę, teikoplaninę, wankomycynę, nitrofurantoinę, chloramfenikol i linezolid. Wysoką oporność szczepów S. aureus wobec tetracykliny wykazali również Akbar i Anal (2013), gdzie pobrano i przebadano łącznie 209 próbek mięsa drobiowego, z czego 18,18% zostało skażonych szczepami S. aureus. Wszystkie izolaty okazały się oporne na co najmniej jeden antybiotyk, w tym około 44,73% izolatów S. aureus było opornych na tetracyklinę. Co ciekawe w badaniach Teramoto i in. (2016) wszystkie izolaty S. aureus, które były oporne na erytromycynę, były również oporne na tetracyklinę, stąd też stosowanie tych środków przeciwdrobnoustrojowych w chowie zwierząt gospodarskich może prowadzić do selekcji tych opornych izolatów. Wysoki odsetek szczepów Staphylococcus MDR w próbkach pochodzących z ferm drobiu wykazali również Akhi i in. (2019), gdzie uzyskano 58,49% izolatów MDR w stosunku do testowanych antybiotyków. Cefiksym (62,67%) wykazywał najwyższą wrażliwość na wszystkie izolaty, podczas gdy penicylina (86,62%) wykazywała najwyższą oporność. Odsetek oporności
S. aureus wyizolowanego z próbek mięsa drobiowego na penicylinę, erytromycynę, tetracyklinę, sulfametoksazol i kwas nalidyksowy wyniósł odpowiednio: 88,89%, 61,11%, 55,56%, 55,56% i 50%. Datta i in. (2012) również wykazali oporność S. aureus na penicylinę i tetracyklinę 85,71% i 71,42%. W badaniu ciprofloksacyna była oporna na 55,56% wśród izolatów mięsnych i 31,82% wśród izolatów z jaj. S. aureus wyizolowany z próbek jaj wykazał 86,36% oporności na penicylinę, 68,18% oporności na erytromycynę, 36,36%
i 31,82% oporności na sulfametoksazol i cyprofloksacynę. W badaniach Igbinosa i in. (2023) spośród przebadanych próbek mięsa drobiowego, 110 (29,9%) dało wynik pozytywny na obecność szczepów S. aureus MRSA. Oporność na badane antybiotyki następowała w kolejności: tetracyklina 6 (58,2%), cypr floksacyna 71 (64,6%), trimetoprim 71 (64,6%) i ryfampicyna 103 (93,6%). W sumie 89 izolatów było opornych na wiele leków, a 3 izolaty były oporne na wszystkie 22 testowane antybiotyki. Nieco mniejszy odsetek szczepów S. aureus MRSA na fermach drobiu wykazali Nworie i in. (2017). Częstość występowania S. aureus u brojlerów i niosek wynosiła odpowiednio 49% i 51%, a odsetek nosicielstwa MRSA u drobiu wyniósł 6,1%. Dane uzyskane w tym badaniu wykazały, że większość szczepów MRSA była oporna na cztery lub więcej antybiotyków.
Podsumowując, można wywnioskować, iż obecność szczepów MDR, w tym izolatów S. aureus MRSA na fermach drobiu oraz w mięsie drobiowym stwarza istotne zagrożenie dla zdrowia publicznego, stąd też należy podejmować i doskonalić kroki w celu ograniczenia zanieczyszczenia i rozprzestrzeniania się tych bakterii w całym łańcuchu produkcji mięsa drobiowego (Ribeiro i in., 2018). Obiecujące jest, że problem narastania oporności wśród bakterii oraz związane z tym zagrożenie dla zdrowia ludzi i zwierząt został dostrzeżony i przyczynił się do zwiększonej w ostatnich latach ilości prowadzonych badań w kierunku mitygacji tego zagrożenia.
Literatura:
1. Herve DT, Kumar G. 2017. Prevalence of Staphylococcus aureus in retail chicken meat samples in Jalandhar, Punjab. Research Journal of Pharmacy and Technology. 10(1): 1-5.
2. Akhi MA., Das NC., Banik A., Abony M., Juthi M., Uddin M.E. 2019. Detection of drug-resistant S. aureus from poultry samples collected from different areas of Bangladesh. Microbiology Research Journal International, 29: 1-10.
3. Wang W., Baloch Z., Jiang T., Zhang C., Peng Z., Li F., Xu J. 2017. Enterotoxigenicity and antimicrobial resistance of Staphylococcus aureus isolated from retail food in China. Frontiers in Microbiology, 8: 2256.
4. Hasman H., Moodley A., Guardabassi L., Stegger M., Skov RL., Aarestrup FM. 2010. Spa type distribution in Staphylococcus aureus originating from pigs, cattle and poultry. Veterinary Microbiology, 141(3-4): 326-331.
5. Vanamala, K., Tatiparti, K., Bhise, K., Sau, S., Scheetz, M. H., Rybak, MJ., Iyer, AK. 2021. Novel approaches for the treatment of methicillin-resistant Staphylococcus aureus: Using nanoparticles to overcome multidrug resistance. Drug Discovery Today, 26(1): 31-43.
6. Abolghait SK., Fathi AG., Youssef FM., Algammal AM. 2020. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) isolated from chicken meat and giblets often produces staphylococcal enterotoxin b (SEB) in nonrefrigerated raw chicken livers. International Journal of Food Microbiology.
7. Igbinosa EO., Beshiru A., Igbinosa IH., Ogofure AG., Ekundayo TC., Okoh AI. 2023. Prevalence, multiple antibiotic resistance and virulence profile of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in retail poultry meat from Edo, Nigeria. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology, 13, 183.
8. Pugazhendhi A., Michael D., Prakash D., Krishnamaurthy PP., Shanmuganathan R., Al-Dhabi NA., Kaliannan T. 2020. Antibiogram and plasmid profiling of beta-lactamase producing multi drug resistant Staphylococcus aureus isolated from poultry litter. Journal of King Saud University-Science, 32(6): 2723-2727.
9. Śliżewska K., Biernasiak J., Libudzisz Z. 2006. Probiotyki jako alternatywa dla antybiotyków. Zeszyty Naukowe Politechniki Łódzkiej, 70: 79-91.
10. Szafraniec GM., Szeleszczuk P., Dolka B. 2022. Review on skeletal disorders caused by Staphylococcus spp. in poultry. Veterinary Quarterly, 42(1): 21-40.
11. Teramoto H., Salaheen S., Biswas D. 2016. Contamination of post-harvest poultry products with multidrug resistant Staphylococcus aureus in Maryland-Washington DC metro area. Food Control, 65: 132-135.
12. Buzón-Durán L., Capita R., Alonso-Calleja C. 2017. Microbial loads and antibiotic resistance patterns of Staphylococcus aureus in different types of raw poultry-based meat preparations. Poultry Science, 96(11): 4046-4052.
13. Kim Y.B., Seo K.W., Jeon H.Y., Lim S.K., Lee Y.J. 2018. Characteristics of the antimicrobial resistance of Staphylococcus aureus isolated from chicken meat produced by different integrated broiler operations in Korea. Poultry Science, 97(3): 962-969.
14. Benrabia I., Hamdi TM., Shehata AA., Neubauer H., Wareth G. 2020. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in poultry species in Algeria: Long-term study on prevalence and antimicrobial resistance. Veterinary Sciences, 7(2): 54.
15. Amoako DG., Somboro AM., Abia ALK., Allam M., Ismail A., Bester L., Essack, SY. 2019. Genomic analysis of methicillin-resistant Staphylococcus aureus isolated from poultry and occupational farm workers in Umgungundlovu District, South Africa. Science of The Total Environment, 670: 704-716.
16. Dhanarani TS., Shankar C., Park J., Dexilin M., Kumar RR., Thamaraiselvi K. 2009. Study on acquisition of bacterial antibiotic resistance determinants in poultry litter. Poultry Science, 88(7): 1381-1387.
17. Pu S., Han F., Ge B. 2009. Isolation and characterization of methicillin-resistant Staphylococcus aureus strains from Louisiana retail meats. Applied and Environmental Microbiology, 75(1): 265-267.
18. Bhargava D., Deshpande A., Sreekumar K., Koneru G., Rastogi S. 2013. Guidelines of the Infectious Diseases Society of America for the treatment of methicillin-resistant Staphylococcus aureus infections: as applied to oral and maxillofacial clinical practice. Journal of Maxillofacial and Oral Surgery, 12: 354-358.
19. EFSA. 2018. The European Union summary report on antimicrobialresistance in zoonotic and indicator bacteria from humans,animals and food in 2016.
20. Bortolaia V., Espinosa-Gongora C., Guardabassi LJCMI. 2016. Human health risks associated with antimicrobial-resistant enterococci and Staphylococcus aureus on poultry meat. Clinical Microbiology and Infection, 22(2): 130-140.
21. Ribeiro CM., Stefani LM., Lucheis SB., Okano W., Cruz JCM., Souza GV., Afreixo V. 2018. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus in poultry and poultry meat: a meta-analysis. Journal of Food Protection, 81(7): 1055-1062.
22. Mak PH., Rehman MA., Kiarie EG., Topp E., Diarra MS. 2022. Production systems and important antimicrobial resistant-pathogenic bacteria in poultry: a review. Journal of Animal Science and Biotechnology, 13(1): 1-20.
23. Akbar A., Anal AK. 2013. Prevalence and antibiogram study of Salmonella and Staphylococcus aureus in poultry meat. Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine, 3(2): 163-168.
24. Nworie A., Elom MO., Gideon IA., Azi SO., Okekpa SI., Ukwah BN., Ehinmidu JO. 2017. Multi-drug resistant Staphylococcus aureus from poultry farms in Ebonyi state, Nigeria. International Journal of Microbiology, Genetics and Monocular Biology Research, 2(3): 1-11.
