dr inż. Joanna Żebrowska
Zakład Higieny Weterynaryjnej w Olsztynie
dr hab. Dorota Witkowska, prof. UWM
Uniwersytet Warmińsko-Mazurski w Olsztynie, Katedra Higieny Zwierząt i Środowiska

Ptaki fermowe, ze względu na specyfikę systemu ich utrzymania, są stale narażone na kontakt z pasożytami, które powodują znaczne straty ekonomiczne, zarówno w chowie przydomowym, jak i w komercyjnej produkcji drobiarskiej na całym świecie. W niniejszym artykule przedstawiono wybrane czynniki ryzyka, stanowiące przyczyny chorób pasożytniczych u drobiu w skali globalnej.

Kapilarioza

Kapilarioza, wywoływana przez jajorodne nicienie z rodzaju Capillaria, jest powszechnie występującą chorobą pasożytniczą przewodu pokarmowego drobiu, w tym gołębi hodowlanych. Pasożyty z rodziny Capillariidae są to cienkie, nitkowate nicienie z charakterystycznymi długimi przełykami, składającymi się z krótkiej części mięśniowej i długiej części gruczołowej (nazywanej stichosomem) oraz jajami w kształcie cytryny lub beczki, ze strukturami przypominającymi wtyczki na obu końcach (Sakaguchi i in., 2020). Głównym miejscem bytowania Capillaria bursata, Capillaria caudinflata oraz Capillaria obsignata jest jelito cienkie gołębi. Capillaria anatis przeważnie pasożytuje w jelicie ślepym kaczek (Qamar i in., 2017). Choroba ta powoduje znaczne problemy ekonomiczne w produkcji drobiarskiej, gdyż nieleczona charakteryzuje się utratą masy ciała ptaków, wychudzeniem, śmiertelnością oraz zmniejszoną produkcją jaj. W zależności od gatunku Capillaria spp. oraz stopnia zarażenia, w przebiegu choroby może wystąpić szeroka gama objawów klinicznych, która ma przewlekły charakter, z zaburzeniami żołądkowo-jelitowymi, najczęściej objawiającymi się biegunką (Sood i in., 2018). Ponadto, Qamar i in. (2017) zauważają, iż, kapilarioza może wpłynąć na gorsze wyniki lotów gołębi pocztowych. Do zarażenia najczęściej dochodzi poprzez spożycie zanieczyszczonej inwazyjnymi jajami ściółki, paszy oraz wody.
Według McDougald (2020) leki, które są powszechnie stosowane w leczeniu nicieni to fenotiazyna i santonina (wyciąg z piołunu). Zdaniem autora benzimidazole, wchodzące w skład kilku produktów leczniczych, wykazują wysoką skuteczność przeciwko nicieniom. Niektóre związki są dostępne w formie rozpuszczalnej w wodzie, np. fenbendazol dopuszczony do stosowania u rosnących kur, podawany w wodzie do picia.

Histomonoza

Czynnikiem etiologicznym histomonozy jest jednorodny pierwotniak, wiciowiec Histomonas meleagridis, opisany po raz pierwszy w 1893 roku (Hess i in., 2015). Ze względu na wzrost liczby ognisk na fermach zajmujących się intensywną hodowlą kurcząt i indyków oraz w miarę stopniowego ograniczania skuteczności dostępnych metod leczenia, histomonoza jest uważana za chorobę powracającą (Liebhart i in., 2017; Chadwick i in., 2020). Jak podają Chadwick i in. (2020) kury wykazują skuteczniejszą odpowiedź immunologiczną przeciwko H. meleagridis w porównaniu z indykami, a objawy kliniczne wykazują dużą zmienność między obydwoma gatunkami (Powell i in., 2009). Migracja pasożytów prowadzi głównie do zmian patogennych w wątrobie, charakteryzujących się wieloogniskowymi obszarami zmian martwiczych. Histomonoza u kur może przebiegać bezobjawowo (Zahoor i in., 2011) lub w większości przypadków, powodować mniejsze przyrosty masy ciała ptaków oraz spadek produkcji jaj (Lagler i in., 2019). Z kolei u chorych indyków objawia się zmierzwionymi piórami, opadającymi skrzydłami, sennością, utratą masy ciała i typową biegunką koloru siarki. Ponadto, histomonoza objawia się zapaleniem błony śluzowej jelita ślepego (Sentíes-Cué i in., 2009; Popp i in., 2011) i może skutkować zaburzeniami krążeniu oraz ciemnym przebarwieniem głowy (Collins i in., 2022), stąd powszechna nazwa choroby: „czarna główka’’. Śmiertelność zarażonych indyków często przekracza 50% (Hauck i Hafez, 2012). Ponadto Hauck i Hafez (2012), w celu określenia czy gołębie pocztowe podatne są na infekcje wewnątrzczaszkowe H. meleagridis i czy mogą działać jako wektory, przeprowadzili badania, w wyniku których u żadnego ptaka nie zaobserwowano objawów klinicznych ani znacznych zmian chorobowych, a w jelicie ślepym nie wykryto DNA pierwotniaka, co świadczy, iż gołębie pocztowe nie są nosicielami tych pasożytów po zarażeniu wewnątrzczaszkowym.
W obrębie chorego stada pasożyty mogą rozprzestrzeniać się poprzez inwazję trofozoitów ze świeżo wydalonego kału ptaków. Zgodnie z cyklem życiowym H. meleagridis, żywotne pasożyty są wydalane z kałem żywiciela w ciągu 2 dni po zarażeniu, dlatego mogą być izolowane z wymazów z kloaki in vitro (Hess i in., 2006). W celu potwierdzenia infekcji pasożytami najczęściej stosuje się test immunoenzymatyczny (ELISA) oraz reakcję łańcuchową polimerazy (PCR; Hess i in., 2015).

Kokcydioza

Kokcydioza jest najbardziej rozpowszechnioną i trudną do kontroli chorobą pasożytniczą, zwłaszcza w przypadku brojlerów (Martins i in., 2022). Głównym czynnikiem chorobotwórczym są apikompleksowe pierwotniaki z rodzaju Eimeria. W ciągu ostatnich lat opisano kilkadziesiąt gatunków kokcydiów, które powszechnie zarażają drób, m.in. są to Eimeria tenella, E. acervulina, E. praecox, E. necatrix, E. maxima oraz E. brunetti. Pasożyty te charakteryzują się bardzo zróżnicowaną patogennością (Januś i Sabik, 2021). Najczęściej atakują nabłonek jelitowy w sposób specyficzny dla danego miejsca, powodując stan zapalny i martwicę bariery śluzówkowej jelit. Jak podają Fabia i in. (2021) patogeneza i cykl rozwojowy kokcydiów charakteryzują się swoistością w obrębie przewodu pokarmowego ptaków, tj. E. acervulina pasożytuje w dwunastnicy, E. maxima i E. necatrix w jelicie cienkim, E. brunetti w jelicie ślepym i odbytnicy, a E. tenella atakuje kątnicę. Ponadto kokcydioza sprzyja chorobom zakaźnym, takim jak mykoplazmoza i kolibakterioza, a w swojej ostrej postaci może prowadzić do wysokiej śmiertelności ptaków. W przypadku współwystępowania z innymi chorobami kokcydioza ma cięższy przebieg, ze względu na synergistyczne działanie wywołujących ją pierwotniaków z czynnikami infekcyjnymi (Martins i in., 2022). Najczęściej przenosi się ona z jednego organizmu na drugi poprzez kontakt z zanieczyszczonym kałem. U drobiu kilkudniowy cykl życiowy Eimeria spp. przebiega poza i wewnątrz żywiciela, u którego ostatecznie rozwijają się stadia rozwoju bezpłciowego i płciowego. Poza organizmem żywiciela, wydalane oocysty nie są inwazyjne do czasu zarodnikowania. Jest to proces wymagający ciepła i obecności tlenu, trwający od 24 do 48 godzin w większości przypadków, w zależności od istniejących warunków środowiskowych (Alzahrani i Edrees, 2019; Martins i in., 2022). Cykl ten rozpoczyna się, gdy aktywne oocysty są spożywane przez ptaki. W przewodzie pokarmowym, po przejściu przez przełyk, oocysta ulega uszkodzeniu mechanicznemu w żołądku. Następnie w świetle przedniej części jelita i dwunastnicy pod wpływem enzymów trzustkowych uwalniane są sporocysty (Aslam i in., 2015; Martins i in., 2022). W przypadku braku leczenia, pasożyty atakują przewód pokarmowy żywiciela, gdzie rozmnażają się, powodując uszkodzenia komórek jelitowych.
Eimeria spp. powodują szereg zmian anatomopatologicznych. Mesa i in. (2021), analizując występowanie kokcydiów na fermach broilerów, w grupie kontrolnej (nieleczonej przeciwko kokcydiom) wykazali oznaki uszkodzenia jelit wraz z ciężkim krwotokiem ogniskowym w jelicie ślepym ptaków, a w każdym jego segmencie zaobserwowano pasożyty takie jak E. acervulina, E. maxima i E. tenella. Zdaniem wielu autorów, w zależności od stopnia zarażenia, obserwuje się również takie zmiany jak: zmiana zabarwienia kałomoczu, który może być czerwony/żółty (E. tenella) lub brązowo-różowy/brunatny, płynny i pienisty o dużej spoistości (E. brunetti i E. necatrix), zapalenie jelita grubego, steku (E. brunetti) oraz rozdęcia jelita cienkiego (Fabia i in., 2021). Jak podaje Mesa i in. (2021) szacowane globalne straty ekonomiczne powodowane przez kokcydiozę u kurcząt w 2016 roku dochodziły do ponad 13 miliardów dolarów. Z kolei Blake i in. (2020) wykazali, iż globalny koszt kokcydiozy w stadach drobiu wynosił 10,4 mld funtów, czyli 0,16 funta na jednego brojlera. Takie straty wynikają ze zmniejszonego spożycia paszy i tempa wzrostu, zwiększonej konwersji paszy oraz wysokich kosztów profilaktyki i leczenia choroby (Blake i Tomley, 2014; Blake i in., 2020; Mesa i in., 2021). Bera i in. (2010) wykazali, iż z tych samych przyczyn roczne straty w Indiach w wyniku kokcydiozy wyniosły 68,08%.
Możliwość diagnostyki zarażeń Eimeria spp. jest dość obszerna. Wykorzystuje się przede wszystkim metody takie jak: badania mikroskopowe kału, metody ilościowe (np. McMastera), metody elektroforetyczne rozdzielające izoenzymy (MEE) i Southern blotting, reakcje łańcuchowej polimerazy (PCR), amplifikacje kwasów nukleinowych w warunkach izotermicznych (LAMP) oraz metody cytometrii przepływowej. Obecnie w intensywnej hodowli drobiu, w celu zwalczania kokcydiozy stosuje się głównie kokcydiostatyki jonoforowe i chemiczne oraz żywe szczepionki (Jenkins i in., 2017). Jednakże, ze względu na zjawisko oporności na określone chemioterapeutyki, związki te powinny być stosowane z uwzględnieniem tak zwanych rotacyjnych lub wymiennych programów kokcydiostatycznych (Doner i in. 2019). W programach wymiennych stosuje się początkowo jeden rodzaj kokcydiostatyku, który wprowadzany jest do mieszanki paszowej typu starter, następnie inny rodzaj w przypadku mieszanki typu grower. Zazwyczaj w mieszance starter stosowany jest kokcydiostatyk chemiczny, a następnie jonoforowy (Doner i in., 2019). Programy rotacyjne obejmują naprzemienne stosowanie dwóch lub więcej leków w odstępach kilkumiesięcznych (Martins i in., 2022).
W walce z kokcydiozą alternatywę dla leków stanowią szczepionki (Burgess i in., 2018). Szczepienia, aby były skuteczne, powinny bazować na szczepionkach zawierających zarodnikujące oocysty najbardziej patogennych gatunków Eimeria spp. (Martins i in., 2022). Ponadto w celu ograniczenia stosowania leków weterynaryjnych w łańcuchu pokarmowym, stosuje się produkty naturalne, takie jak prebiotyki i probiotyki, ekstrakty roślinne oraz ekstrakty z grzybów.

Roztocza (ptaszyńce) – Dermanyssus gallinae (PRM)

Inwazje roztoczy stanowią poważny problem w branży drobiarskiej, wpływając negatywie na dobrostan ptaków oraz jakość produkcji jaj. Do pospolitych roztoczy ptasich należą m.in. Dermanyssus gallinae (PRM). Pasożyty te żywią się krwią kur nocą, w ciągu dnia chowają się w szczelinach budynków inwentarskich, unikając działania środka roztoczobójczego (Sparagano i Ho, 2020; Bartley i in., 2015). Zdolność tych organizmów do przetrwania bez żerowania na żywicielach przez znaczny okres sprawia, że są one trudne do wyeliminowania (Sparagano i Ho, 2020). W krajach europejskich częstość występowania PRM w komercyjnych obiektach kur niosek szacuje się nawet na 100% (Sparagano i in., 2014). Poza Europą, na przykład w Chinach, ok. 64% (Wang i in., 2010) a w Japonii 85% (Sparagano i in., 2014). Uważa się, że średni poziom inwazji w obiektach komercyjnych wynosi około 50 000 roztoczy na jednego ptaka, a w przypadku poważnej inwazji liczba ta może wzrosnąć do 500 000 (Kilpinen i in., 2005). Jak podają Sparagano i Ho (2020) w latach 2008-2009 w Chinach zostały przeprowadzone badania nad występowaniem ektopasożytów w komercyjnych fermach kur niosek i brojlerów. Próbki do badań stanowiły kurze pióra oraz kurz pobrany z pęknięć lub szczelin w budynkach inwentarskich, łącznie pobrano 833 próbki. Stwierdzono wówczas w 64% badanych próbek roztocza PRM w stadach kur niosek towarowych oraz w 37% w stadach kur rzeźnych.  Cykl życiowy D. gallinae obejmuje pięć stadiów rozwojowych takich jak: jajo, larwa, protonimfa, deutonimfa i postać dorosła. Cykl zwykle trwa 2 tygodnie, ale może być krótszy, gdy zapewnione są optymalne warunki środowiskowe (25–27°C oraz wysoka wilgotność względna). Ponadto, w ostatnim czasie uważa się, że PRM stał się mechanicznym wektorem wielu patogennych wirusów i bakterii w produkcji drobiarskiej, jednak rola tych roztoczy jako wektora biologicznego dla tych patogenów nie jest jeszcze w pełni wyjaśniona i wymaga dalszych badań (Lima-Barbero i in., 2020). Głównym objawem silnej inwazji pasożytów jest obserwowana u ptaków anemia. Kura nioska każdej nocy może stracić ponad 3% objętości krwi (Martins i in., 2022). W przypadkach silnej inwazji obserwuje się zwiększoną śmiertelność ptaków z powodu wykrwawienia. Zarażone kury cierpią na niepokój, pobudzenie, brak snu oraz zwiększone dziobanie piór (Kiarie i in., 2019; Chadwick i in., 2020). W ten sposób inwazja powoduje przewlekły stres u kur, czyniąc je bardziej podatnymi na choroby i zmniejszając skuteczność szczepionki. Jednak rola tych roztoczy jako wektora biologicznego dla tych patogenów, nie jest jeszcze w pełni wyjaśniona i wymaga dalszych badań (Lima-Barbero i in., 2020).
Wcześniej zwalczanie inwazji roztoczy opierało się głównie na syntetycznych akarycydach, jednakże rozwój odporności i ograniczona lista dozwolonych produktów leczniczych sprawiła, że opracowanie nowego środka roztoczobójczego może mieć fundamentalne znaczenie w leczeniu ptaków. Połączenie alternatywnych środków kontroli, takich jak: monitoring inwazji roztoczy, stosowanie produktów pochodzenia roślinnego, pyłów wewnętrznych, kontrola biologiczna oraz szczepionki, stanowią najlepszy sposób na osiągnięcie zadowalających wyników produkcyjnych.
Ze względu na specyfikę produkcji drobiu, zapobieganie chorobom pasożytniczym ma kluczowe znaczenie dla zachowania konkurencyjności oraz zapewnienia dobrostanu i zdrowia ptaków. Zapobieganie można osiągnąć tylko przy użyciu skutecznych dostępnych narzędzi, które obejmują związki chemiczne, szczepionki, jonofory oraz alternatywne metody leczenia tj. olejki eteryczne, probiotyki, prebiotyki. Korzystanie z tych narzędzi w odpowiednich punktach czasowych jest najbardziej wydajną i opłacalną strategią długoterminową w leczeniu chorób pasożytniczych. Ponadto w celu ochrony przed wystąpieniem pasożytów w stadach drobiu należy stosować odpowiednie strategie kontroli, np. systematycznie monitorować obecność pasożytów za pomocą diagnostyki laboratoryjnej oraz wdrażać i realizować skuteczną bioasekurację.

Literatura:

1. Sakaguchi S., Yunus M., Sugi S., Sato H. 2020. Integrated taxonomic approaches to seven species of capillariid nematodes (Nematoda: Trichocephalida: Trichinelloidea) in poultry from Japan and Indonesia, with special reference to their 18S rDNA phylogenetic relationships. Parasitology Research, 119(3): 957-972.
2. Qamar M. F., Butt A., Ehtisham-ul-Haque S., Zaman M. A. 2017. Attributable risk of Capillaria species in domestic pigeons (Columba livia domestica). Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, 69: 1172-1180.
3. Sood N. K., Singh H., Kaur S., Kumar A., Singh R. S. 2018. A note on mixed coccidian and Capillaria infection in pigeons. Journal of parasitic diseases, 42(1): 39-42.
4. McDougald L. R. 2020. Internal parasites. Diseases of Poultry, 1157-1191.
5. Hess M., Liebhart D., Bilic I., Ganas P. 2015. Histomonas meleagridis-new insights into an old pathogen. Veterinary Parasitology, 208(1-2): 67-76.
6. Chadwick E., Malheiros R., Oviedo E., Noboa H. A. C., Ospina G. A. Q., Wisaquillo M. C. A., Beckstead R. 2020. Early infection with Histomonas meleagridis has limited effects on broiler breeder hens’ growth and egg production and quality. Poultry Science, 99(9): 4242-4248.
7. Liebhart D., Ganas P., Sulejmanovic T., Hess M. 2017. Histomonosis in poultry: previous and current strategies for prevention and therapy. Avian Pathology, 46(1): 1-18.
8. Powell F. L., Rothwell L., Clarkson M. J., Kaiser P. 2009. The turkey, compared to the chicken, fails to mount an effective early immune response to Histomonas meleagridis in the gut. Parasite Immunology, 31(6): 312-327.
9. Lagler J., Mitra T., Schmidt S., Pierron A., Vatzia E., Stadler M., Gerner W. 2019. Cytokine production and phenotype of Histomonas meleagridis-specific T cells in the chicken. Veterinary Research, 50(1): 1-15.
10. Zahoor M. A., Liebhart D., Hess M. 2011. Progression of histomonosis in commercial chickens following experimental infection with an in vitro propagated clonal culture of Histomonas meleagridis. Avian Diseases, 55(1): 29-34.
11. Sentíes-Cué G., Chin R. P., Shivaprasad H. L. 2009. Systemic histomoniasis associated with high mortality and unusual lesions in the bursa of Fabricius, kidneys, and lungs in commercial turkeys. Avian Diseases, 53(2): 231-238.
12. Popp C., Hauck R., Balczulat S., Hafez H. M. 2011. Recurring histomonosis on an organic farm. Avian Diseases, 55(2): 328-330.
13. Collins J. B., Jordan B., Vidyashankar A., Bishop A., Kaplan R. M. 2022. Fenbendazole resistance in Heterakis gallinarum, the vector of Histomonas meleagridis, on a broiler breeder farm in South Carolina. Veterinary Parasitology: Regional Studies and Reports, 36.
14. Hauck R., Hafez H. M. 2012. Pigeons are not susceptible to intracloacal infection with Histomonas meleagridis. Pakistan Veterinary Journal, 32: 597-600.
15. Hess M., Kolbe T., Grabensteiner E., Prosl H. 2006. Clonal cultures of Histomonas meleagridis, Tetratrichomonas gallinarum and a Blastocystis sp. established through micromanipulation. Parasitology, 133(5): 547-554.
16. Martins R. R., Silva L. J., Pereira A. M., Esteves A., Duarte S. C., Pena A. 2022. Coccidiostats and poultry: A comprehensive review and current legislation. Foods, 11(18): 2738.
17. Januś E., Sablik P. 2021. Evaluation of broiler chickens rearing parameters in relation to intensity of infection with Eimeria protozoa. Acta Scientiarum Polonorum Zootechnica, 19(4): 79-86.
18. Fabia K., Wolski D., Bienko M., Radzki R. P., Szymańczyk S. 2021. The problem of coccidiosis in broiler chickens and laying hens: Selected control methods and alternative solutions. Medycyna Weterynaryjna, 77(09).
19. Alzahrani A. M., Edrees N. O. 2019. Seasonal Distribution of Argas persicus in Local Poultry Farms (Baladi Chicken) in Jeddah Governorate, Saudi Arabia. Global Veterinary, 21: 268-277.
20. Aslam B., Hussain I., Zahoor M. A., Mahmood M. S., Rasool M. H. 2015. Prevalence of Borrelia anserina in Argas Ticks. Pakistan Journal of Zoology, 47(4).
21. Mesa C., Gómez-Osorio L. M., López-Osorio S., Williams S. M., Chaparro-Gutiérrez J. J. 2021. Survey of coccidia on commercial broiler farms in Colombia: frequency of Eimeria species, anticoccidial sensitivity, and histopathology. Poultry Science, 100(8).
22. Blake D. P., Tomley F. M. 2014. Securing poultry production from the ever-present Eimeria challenge. Trends in Parasitology, 30(1), 12-19.
23. Blake D. P., Knox J., Dehaeck B., Huntington B., Rathinam T., Ravipati V., Tomley F. M. 2020. Re-calculating the cost of coccidiosis in chickens. Veterinary Research, 51(1): 1-14.
24. Doner S., Szeleszczuk P., Zbikowski A. 2019. Kokcydioza kur. Życie Weterynaryjne, 94(07).
25. Burgess S. T., Bartley K., Nunn F., Wright H. W., Hughes M., Gemmell M., Nisbet A. J. 2018. Draft genome assembly of the poultry red mite, Dermanyssus gallinae. Microbiology Resource Announcements, 7(18).
26. Sparagano O. A., Ho J. 2020. Parasitic mite fauna in Asian poultry farming systems. Frontiers in Veterinary Science, 7.
27. Bartley K., Wright H. W., Huntley J. F., Manson E. D., Inglis N. F., McLean K., Nisbet, A. J. 2015. Identification and evaluation of vaccine candidate antigens from the poultry red mite (Dermanyssus gallinae). International Journal for Parasitology, 45(13): 819-830.
28. Sparagano O. A. E., George D. R., Harrington D. W. J., Giangasper A. 2014. Significance and control of the poultry red mite, Dermanyssus gallinae. Annual Review of Entomology, 59: 447-466.
29. Wang F. F., Wang M., Xu F. R., Liang D. M., Pan B. L. 2010. Survey of prevalence and control of ectoparasites in caged poultry in China. Veterinary Record, 167(24): 934-937.
30. Kilpinen O., Roepstorff A., Permin A., Nørgaard-Nielsen G., Lawson L. G., Simonsen H. B. 2005. Influence of Dermanyssus gallinae and Ascaridia galli infections on behaviour and health of laying hens (Gallus gallus domesticus). British Poultry Science, 46(1): 26-34.
31. Kiarie E. G., Leung H., Akbari Moghaddam Kakhki R., Patterson R., Barta J. R. 2019. Utility of feed enzymes and yeast derivatives in ameliorating deleterious effects of coccidiosis on intestinal health and function in broiler chickens. Frontiers in Veterinary Science, 6.
32. Chadwick E., Malheiros R., Oviedo E., Noboa H. A. C., Ospina G. A. Q., Wisaquillo M. C. A., Beckstead R. 2020. Early infection with Histomonas meleagridis has limited effects on broiler breeder hens’ growth and egg production and quality. Poultry Science, 99(9): 4242-4248.
33. Lima-Barbero J. F., Villar M., Höfle U., de la Fuente J. 2020. Challenges for the control of poultry red mite (Dermanyssus gallinae). In Parasitology and Microbiology Research. IntechOpen.