Pasteurella multocida i Ornithobacterium rhinotracheale jako ważne przyczyny chorób układu oddechowego drobiu

dr inż. Joanna Żebrowska, Zakład Higieny Weterynaryjnej w Olsztynie
dr hab. Dorota Witkowska, prof. UWM, Uniwersytet Warmińsko-Mazurski w Olsztynie,
Katedra Higieny Zwierząt i Środowiska.

Infekcje bakteryjne układu oddechowego ptaków są ważnym problemem, z którym borykają się hodowcy drobiu. Pastereloza i ornitobakterioza to choroby zakaźne, które powodują znaczne straty ekonomiczne w przydomowej i komercyjnej produkcji drobiarskiej na całym świecie. Konsekwencją utrudnionego oddychania, którym często objawiają się obydwie jednostki chorobowe, jest spadek parametrów produkcyjnych oraz podwyższona zachorowalność i śmiertelność ptaków.

Pasteurella multocida

Bakteriami powszechnie znajdującymi się w górnych drogach oddechowych zainfekowanych ptaków w stadach drobiu są Pasteurella multocida, będące przyczyną choroby zwanej pasterelozą. Są to gram-ujemne, nieruchliwe pałeczki, nietworzące przetrwalników, należące do rodziny Pasteurellaceae (Abdelmalek, 2020). Większość jej szczepów to bakterie komensalne, które mogą przez dłuższy czas zasiedlać układ oddechowy ptaków, nie powodując choroby (Reuben i in., 2021). Izolowane są również z układu pokarmowego, np. z błony śluzowej kloaki ptaków, u których zaKażenie może przebiegać bezobjawowo (Nuri i in., 2018). Zdolność do przetrwania bakterii w miejscu zakażenia, a także ich migracji do innych tkanek zależą od właściwości szczepu lub odpowiedzi immunologicznej ptaków (Pilatti i in., 2016). Jak podaje Zhangcheng i in. (2018) szczepy Pasteurella multocida są sklasyfikowane w 5 serogrupach (A, B, D, E i F) na podstawie zróżnicowania antygenów: otoczkowego i somatycznego. Ponadto, w badaniach wymienionych autorów nad charakterystyką szczepów Pasteurella multocida w stadach kaczek i gęsi wykazano, iż najczęstszym izolowanym szczepem z rodzaju Pasteurella jest ten, który posiada otoczkę typu A. W badaniu uzyskano łącznie 23 izolaty P. multocida ze 172 przypadków klinicznych chorób układu oddechowego kaczek i gęsi, co dało wskaźnik izolacji wynoszący 13,4%. Serogrupa A została wyizolowana w 95,7% (22 przypadki), natomiast serogrupa F w 4,3% (1 przypadek). Według Vaibhav (2020) spośród różnych typów Pasteurella multocida serotyp A jest najbardziej patogenny, powodując nawet 80% śmiertelności, podczas gdy serotyp D jest przyczyną 20% śmiertelności kurcząt.

Czynniki wirulencji

Przebieg chorób powodowanych przez bakterie z rodzaju Pasteurella jest w dużym stopniu uwarunkowany posiadanymi przez nie czynnikami wirulencji. Szereg zidentyfikowanych dotychczas czynników wirulencji tego patogenu obejmuje nukleidowe fimbrie, czynniki przylegania i kolonizacji, zewnątrzkomórkowe enzymy oraz różne białka błony zewnętrznej, takie jak protektyny. Wszystkie te czynniki mogą zapobiegać rozpoznaniu bakterii przez mechanizmy obronne ptaków. Pomimo wielu przeprowadzonych badań, wiedza na temat drogi zakażenia i patogenezy tej choroby pozostaje wciąż ograniczona (Pilatti i in., 2016), jednak dostępne wyniki badań wskazują, iż główną bramą wejścia są drogi oddechowe ptaków (Reuben i in., 2021). Pastereloza rozprzestrzenia się poprzez kontakt z chorymi ptakami, uszkodzenia skóry, skażoną wodę i zanieczyszczoną bakteriami paszę (Wieliczko i Kuczkowski, 2014). Ponadto niekorzystne czynniki środowiskowe tj. nieodpowiednie warunki zoohigieniczne i sanitarne, transport, błędy żywieniowe mogą powodować spadek odporności organizmu ptaków, a tym samym namnażanie szczepów z rodzaju Pasteurella (Budniak i in., 2012).

Objawy i zmiany anatomopatologiczne

Pastereloza drobiu może przebiegać w różnych postaciach, nadostrej, ostrej i przewlekłej. Jak podaje Wieliczko i Kuczkowski (2014) postać nadostra pasterelozy wiążę się z niespodziewaną i wysoką śmiertelnością ptaków, bez widocznych objawów klinicznych i zmian anatomopatologicznych. Z kolei postać ostra choroby charakteryzuje się m.in. dusznością, brakiem łaknienia i biegunką, a zmiany sekcyjne to silne przekrwienie wątroby, wybroczyny na błonach śluzowych oraz zmiany zapalne w płucach. Do klinicznych objawów można zaliczyć gorączkę, potargane pióra, wydzielinę śluzu z nozdrzy, kulawiznę oraz zasinienie grzebieni u kur i korali u indyków (Reuben i in., 2021; Vaibhav, 2020). W badaniach Raheem i in. (2020), gdzie zakażono brojlery szczepami Pasteurella multocida, zaobserwowano następujące zmiany patologiczne: włóknikowo-martwicze zapalenie skóry, mięśnia piersiowego, krwotoki wybroczynowe na sercu i wątrobie, u niektórych ptaków stwierdzono również powiększoną śledzionę, płuca krwotoczne i obrzękowe oraz krwotoki wybroczynowe w jelicie.

Lekowrażliwość

Wielu badaczy podkreśla, iż izolaty P. multocida są wrażliwe na większość powszechnie stosowanych środków przeciwdrobnoustrojowych, jednak ich nadmierne i nieuzasadnione stosowanie przyspiesza powstawanie szczepów wieloopornych (Sellyei i in. 2013). W badaniach Jeong (2021) dotyczących lekowrażliwości pałeczek Pasteurella multocida pochodzących od drobiu wszystkie izolaty Pasteurella z wyjątkiem 1 szczepu, który był oporny na florfenikol, były wrażliwe na 11 środków przeciwdrobnoustrojowych należących do różnych grup. Najwyższą skutecznością wykazały się enrofloksacyna, ceftiofur oraz Sulfametoksazol + Trimetoprim. Wysokie wartości minimalnych stężeń hamujących (MIC, od ang. minimum inhibitory concentration) stwierdzono też w przypadku spektomycyny oraz sulfisoksazolu. Ponadto wyżej wymienieni autorzy stwierdzili, iż oporność szczepów Pasteurella multocida na środki przeciwdrobnoustrojowe różni się w zależności od regionu i grup stosowanych antybiotyków. Z kolei w badaniach Li i in. (2018) częstość występowania izolatów Pasteurella multocida opornych na środki przeciwdrobnoustrojowe, w tym florfenikol, doksycyklinę, tetracyklinę i sulfametazynę, wyniosła ponad 46,7%. Oporność na tetracyklinę i amoksycylinę (100%) odnotowano również w badaniach Mohamed i in. (2012). Zaś Woo i Kim (2006) oraz Kim i in. (2011) stwierdzili, iż wszystkie izolaty Pasteurella multocida wykazują oporność na streptomycynę, a niektóre z nich dodatkowo na gentamycynę i tetracyklinę. Odmienne wyniki uzyskano natomiast w badaniach Hossain i in. (2017), gdzie stwierdzono stosunkowo wysoką skuteczność działania gentamycyny i enrofloksacyny (odpowiednio 87,5% i 89,6% wyleczonych ptaków w danej grupie badawczej) na pałeczki Pasteurella multocida. Najniższy odsetek ptaków wyleczonych (60%) był w grupie leczonej erytromycyną. 100% oporność Pasteurella multocida pochodzącą z mięsa drobiowego na erytromycynę stwierdzili w swoich badaniach Sabsabi i in. (2021). W badaniach Sellyei i in. (2009) spośród wielu testowanych antybiotyków najwyższą skutecznością wykazały się penicylina, enrofloksacyna, kolistyna oraz cefalosporyna. Chociaż poziom oporności na środki przeciwdrobnoustrojowe był w tych badaniach ogólnie niski, autorzy nie zalecają stosowania sulfonamidów, tetracyklin, aminoglikozydów i chinolonów pierwszej generacji przeciwko szczepom Pasteurella multocida wyizolowanym ze stad drobiu. W badaniach Abdelmalek (2020) wszystkie szczepy z rodzaju Pasteurella wyizolowane z płuc kurcząt były wrażliwe na cyprofloksacynę, norfloksacynę i spektynomycynę oraz oporne na cefotaksym, amoksycylinę, flukloksacylinę i erytromycynę. Analiza powyższych badań wskazuje na różnorodność wrażliwości szczepów P. multocida na różne środki przeciwdrobnoustrojowe.

Zapobieganie

Stosowanie probiotyków w kontroli i zapobieganiu zakażeniom jelitowym w chowie drobiu może dodatkowo pomóc w zmniejszeniu nasilenia przypadków pasterelozy, ograniczając tym samym rozprzestrzenianie się patogenu. W badaniu Reuben i in. (2021) stwierdzono, iż włączenie do diety nowych probiotyków wieloszczepowych składających się z Lactobacillus plantarum, L. fermentum, Pediococcus acidilactici, Enterococcus faecium i Saccharomyces cerevisiae wpływa na wzrost masy ciała ptaków, poprawia spożycie i wykorzystanie paszy oraz usprawnia funkcjonowanie jelit, jednocześnie łagodząc reakcje zapalne, objawy kliniczne i śmiertelność, związaną z zakażeniem P. multocida w stadach kurcząt brojlerów. Z kolei Raheem i in. (2020), na podstawie badań własnych, zalecają stosowanie naturalnych dodatków paszowych takich jak czarnuszka (Nigella sativa) i kurkuma (Curcuma longa) jako immunostymulator dla brojlerów zainfekowanych Pasteurella multocida. Również szczepionki są skuteczną strategią w zwalczaniu tej choroby w stadach drobiu. Badania Nuri i in. (2018) wykazały, że eksperymentalnie przygotowana szczepionka z dodatkiem ałunu przeciwko pasterelozie była bezpieczna, skuteczna i zapewniała 100% ochronę zaszczepionych kurcząt. Szczepionka wywołała lepszą odpowiedź immunologiczną, gdy dawka przypominająca została podana w 15 dniu w porównaniu z 21, 28, 35 i 42 dniem po szczepieniu podstawowym.

Ornithobacterium rhinotracheale (ORT)

Bakterie Ornithobacterium rhinotracheale (ORT) wywołują wysoce zakaźną i zaraźliwą chorobę układu oddechowego indyków i kurcząt fermowych oraz innych ptaków grzebiących (Devriese i in., 2001) zwaną ornitobakteriozą. ORT jest gram-ujemną, pleomorficzną, nieruchomą bakterią w kształcie pałeczki (Rahimi i Banani, 2007). Obecnie wyróżnia się 18 serotypów Ornithobacterium rhinotracheale (od A do R), związanych z różnymi regionami geograficznymi (Ha i in., 2016). Za dominujące w krajach europejskich uważa się serotypy A i B, z kolei w Stanach Zjednoczonych serotyp C. Te trzy serotypy stanowią aż 97% wyizolowanych od stad drobiu (Tomczyk 2008). W badaniach Barbosa i in. (2020) najczęściej izolowanym serotypem Ornithobacterium rhinotracheale w stadach kurcząt (94%) oraz indyków (57%) był serotyp A. Jak podają Gliński i Luft-Deptuła (2004) zakażenia pałeczkami ORT najczęściej stwierdza się u kurcząt w wieku 3-4 tygodni, z kolei u niosek w wieku 24-52 tygodni. Choroba w stadzie indyków rzeźnych najczęściej trwa od 5 do 8 dni, zaś w stadach reprodukcyjnych powyżej 3 tygodni (Wieliczko i Kuczkowski, 2014). Warto mieć na uwadze, że bakterie ORT charakteryzują się wysokim współczynnikiem przeżywalności oraz zdolnością do przetrwania w niskich temperaturach (Wilkanowska 2010). Rozpoznanie zakażenia pałeczkami Ornithobacterium opiera się na badaniach izolacji, identyfikacji, serologii, reakcji biochemicznych oraz reakcji łańcuchowej polimerazy (PCR). Jednak ORT jest trudną do hodowli bakterią. Rośnie powoli i wymaga specjalnych warunków wzrostu, dlatego próby izolacji są często utrudnione (Hassanzadeh i in., 2010).

Czynniki wirulencji

ORT może być pierwotnym lub wtórnym czynnikiem etiologicznym, w zależności od zjadliwości szczepu, czynników środowiskowych, stanu immunologicznego gospodarza (Pan i in., 2012) oraz obecności innych bakterii zakażających drogi oddechowe, takich jak Escherichia coli i Bordetella avium (Mirzaie i in., 2011). Ornitobakterioza rozprzestrzenia się w szybkim tempie, jednak nigdy nie choruje w tym samym czasie całe stado (Rumińska, 2003). Udowodniono, iż transmisja ORT jest możliwa nie tylko drogą poziomą poprzez aerozol, ale także drogą pionową poprzez jaja wylęgowe (Rahimi i Banani, 2007).

Objawy i zmiany anatomopatologiczne

W badaniach Kilic i in. (2009) nad patogennością Ornithobacterium rhinotracheale izolowanych od kurcząt rzeźnych stwierdzono szereg objawów klinicznych związanych z ornitobakteriozą, tj. rzężenie, sapanie, wydzielina śluzowa, które osiągnęły szczyt między 5 a 9 dniem u 10% leczonych ptaków. Zmiany obserwowane w zatokach, krtani i tchawicy były do siebie podobne i zostały stwierdzone w 50% w zatokach podoczodołowych i 40% w innych odcinkach górnych dróg oddechowych zakażonych ptaków. W ciągu pierwszych 3 tygodni zaobserwowano ogniskowy przerost nabłonka związany z martwicą i zmianami zapalnymi górnych dróg oddechowych i worków powietrznych, a także oskrzelików, oskrzeli i płuc. Podobne wyniki badań uzyskali Rahimi i Banani (2007), stwierdzając ciężkie objawy ze strony układu oddechowego kurcząt brojlerów w wieku 27 dni. Zarażone ptaki manifestowały wysięk z nozdrzy, obrzęk zatok podoczodołowych i sapanie. Objawom klinicznym towarzyszyła zwiększona śmiertelność (13,6%) i słaba wydajność rzeźna. W badaniu pośmiertnym stwierdzono wyraźne zapalenie tchawicy, worków powietrznych i płuc. Nie stwierdzono zmian patognomicznych typowych dla zakaźnego zapalenia krtani i tchawicy.

Lekowrażliwość

Pałeczki Ornithobacterium rhinotracheale cechują się różnorodną lekowrażliwością wobec środków przeciwdrobnoustrojowych. W badaniach Devriese i in. (2001) nad antybiotykoopornoscią wszystkie izolaty ORT pochodzące od kurcząt brojlerów były oporne na linkomycynę, ampicylinę oraz ceftiofur, zaś mniej niż 10% szczepów było wrażliwych na makrolidy, tylozynę, spiramycynę, tylmikozynę i flumechinę. Kilka szczepów było wrażliwych na enrofloksacynę i doksycyklinę. Wszystkie szczepy były wrażliwe na tiamulinę. Z kolei Türkyilmaz (2005) wykazał wrażliwość szczepów ORT na danofloksacynę, linkomycynę, amoksycylinę, amoksycylinę + kwas klawulanowy, oksytetracyklinę, neomycynę oraz tetracyklinę. Wiele izolatów wykazało oporność na gentamycynę, polimyksynę B, kwas nalidyksowy, flumechinę, enrofloksacynę, cyprofloksacynę, erytromycynę oraz nowobiocynę. Wyniki 100% oporności na erytromycynę, enrofloksacynę, cyprofloksacynę, flumechinę uzyskali w swoich badaniach Asadpour i in. (2011). Większa oporność na antybiotyki w objętych badaniem regionach zdaniem autorów mogła wynikać z niewłaściwego stosowania antybiotyków w leczeniu zakażeń wtórnych na fermach brojlerów. Z kolei badania Mayahi i in. (2016) wykazały, iż wszystkie izolaty (100%) były podatne na działanie tetracykliny, florfenikolu oraz cefaleksyny, a 89% izolatów ORT było opornych na fosfomycynę i gentamycynę.

Zapobieganie

W celu zmniejszenia ryzyka zakażenia Ornithobacterium rhinotracheale na fermach drobiu zaleca się szczepienia, stosowanie probiotyków, prebiotyków oraz prawidłowo zbilansowaną dietę. Według Tomczyka (2008) efektywność szczepienia wyraża się znacznym obniżeniem upadków w zakresie od 3,54% do 7,27% po jednym szczepieniu oraz od 1,79% do 3,63% po dwukrotnym szczepieniu.

Podsumowanie

Choroby układu oddechowego są ważnymi czynnikami, które mogą decydować o obniżonym statusie zdrowotnym drobiu. Dlatego też ciągła izolacja bakterii jest konieczna do ich serotypowania i określania wrażliwości na leki, co wpływa na skuteczność terapii przeciwdrobnoustrojowej i wytwarzania skutecznych autogennych szczepionek. Ważnymi aspektami w zapobieganiu omówionym chorobom bakteryjnym są: monitorowanie i zapewnienie optymalnych parametrów
środowiska, przyjęcie dobrych praktyk zarządzania, skuteczna diagnostyka zakażeń bakteryjnych, zapewnienie higienicznych warunków
utrzymania drobiu, w tym odpowiednia jakość ściółki oraz właściwe przygotowanie kurników, oraz dezynfekcja i zwalczanie szkodników przed wstawieniem ptaków i w trakcie cyklu produkcyjnego.

LITERATURA

1. Abdelmalek W.Z. 2020. Phenotypic and genotypic characterization of Pasteurella multocida isolated from chickens. Benha Veterinary Medical Journal, 39(1): 63-67.
2. Reuben R.C., Sarkar S.L., Ibnat H., Setu M., Ahasan A., Roy P.C., Jahid I.K. 2021. Novel multi-strain probiotics reduces Pasteurella multocida induced fowl cholera mortality in broilers. Scientific Reports, 11(1): 1-16.
3. Nuri M.D., Hasan M., Nime J., Sattar M.A., Rahman M.B. 2018. Isolation and Identification of Pasteurella multocida from Poultry for Preparation of Vaccine and Determination of its efficacy. European Journal of Advanced Research in Biological and Life Sciences, 6(2): 41-47.
4. Pilatti R.M., Furian T.Q., Lima D.A.D., Finkler F., Brito B.G.D., Salle C.T.P., Moraes H.L.D.S. 2016. Establishment of a pathogenicity index for one-day-old broilers to Pasteurella multocida strains isolated from clinical cases in poultry and swine. Brazilian Journal of Poultry Science, 18: 255-260.
5. Zhangcheng L.I., Fangjun Cheng L.A.N. Shimei Z.H.O.U., Zuoyong H.E., Yifei C.H.E.N., Sishi Mengna Jiang, S.U.N Yingying. 2018. Molecular characteristics of Pasteurella multocida strains isolated from poultry in China and genetic analysis of strains in terms of the tonb gene. Kafkas Üniversitesi Veteriner Fakültesi Dergisi 24(1): 91-98.
6. Vaibhav S. 2020. A report of Pasteurella multocida Type A infection in an organized poultry farm in Kerala. Journal of Entomology and Zoology Studies, 8(6): 1623-1627
7. Wieliczko A, Kuczkowski M. 2014. Zakażenia bakteryjne przyczyną chorób układu oddechowego u drobiu, cz. II – Ornitobakterioza. Polskie Drobiarstwo 11: 44-46.
8. Budniak S., Kędrak-Jabłońska A., Szulowski K., Szczawińska A., Reksa M. 2012. Pastereloza królików-aktualny stan wiedzy. Medycyna Weterynaryjna, 68(3): 152-156.
9. Sellyei B., Varga Z., Szentesi-Samu K., Kaszanyitzky É., Magyar T. 2009. Antimicrobial susceptibility of Pasteurella multocida isolated from swine and poultry. Acta Veterinaria Hungarica, 57(3): 357-367.
10. Jeong J., Kang M.S., Jeong O.M., Lee H.J., Lee J.Y., Kwon Y.K., Park J.W., Kim J.H. 2021. Investigation of genetic diversity of Pasteurella multocida isolated from diseased poultry in Korea. Brazilian Journal of Poultry Science, 23: 1-10.
11. Mohamed M.A., Mohamed M.W., Ahmed A.I., Ibrahim A.A., Ahmed M.S. 2012. Pasteurella multocida in backyard chickens in Upper Egypt: Incidence with polymerase chain reaction analysis for capsule type, virulence in chicken embryos and antimicrobial resistance. Veterinaria Italiana, 48: 77-86.
12. Woo Y.K., Kim J.H. 2006. Fowl cholera outbreak in domestic poultry and epidemiological properties of Pasteurela multocida isolate. Journal of Microbiology, 44: 344-353.
13. Kim J.H., Yoon M.Y., Cho J.K., Sung M.S., Kim K.S. 2011. An outbreak of chronic fowl cholera in broiler breeder chickens in Korea. Korean Journal of Veterinary Service, 34: 353-359.
14. Hossain M.R., Meher M.M., Afrin M. 2017. Epidemiological investigation of Pasteurella multocida infection in poultry in Gazipur district of Bangladesh. Bangladesh Journal of Veterinary Medicine, 15(2): 91-95.
15. Sabsabi M.A., Zakaria Z., Abu J., Faiz N.M. 2021. Molecular characterisation and antibiotic sensitivity profile of Pasteurella multocida isolated from poultry farms in Malaysia. Austral Journal of Veterinary Sciences, 53(2): 121-126.
16. Raheem M.A., Jiangang H., Yin D., Xue M., ur Rehman K., Rahim M.A., Qi, K. 2020. Response of lymphatic tissues to dietary supplementation of nigella sativa and curcuma longa in broilers challenged with Pasteurella multocida. 2(11): 1-19.
17. Li Z., Cheng F., Lan S., Guo J., Liu W., Li X. 2018. Investigation of genetic diversity and epidemiological characteristics of Pasteurella multocida isolates from poultry in southwest China by population structure, multi-locus sequence typing and virulence-associated gene profile analysis. Journal of Veterinary Medical Science, 80: 921-929.
18. Devriese L.A., De Herdt P., Haesebrouck F. 2001. Antibiotic sensitivity and resistance in Ornithobacterium rhinotracheale strains from Belgian broiler chickens. Avian Pathology, 30(3): 197-200.
19. Rahimi M., Banani M. 2007. Isolation of Ornithobacterium rhinotracheale from the chickens of a broiler farm in Kermanshah province, west of Iran. Iranian Journal of Veterinary Research, 8(4): 355-359.
20. Ha H.J., Christensen N., Humphrey S., Haydon T., Bernardi G., Rawdon T. 2016. The first detection of Ornithobacterium rhinotracheale in New Zealand. Avian Diseases, 60(4): 856-859.
21. Tomczyk G. 2008. Najważniejsze choroby układu oddechowego u indyków. Indyk Polski, 2: 38-42.
22. Barbosa E.V., Cardoso C.V., Silva R.D.C.F., Cerqueira A.D.M.F., Liberal M.H.T., Castro H.C. 2020. Ornithobacterium rhinotracheale: An update review about an emerging poultry pathogen. Veterinary Sciences, 7(1): 1-13
23. Gliński Z., Luft-Deptuła D. 2004. Infekcje wywołane przez Ornithobacterium rhinotracheale. Polskie Drobiarstwo, 2: 33-34.
24. Wieliczko A., Kuczkowski M. 2014. Zakażenia bakteryjne przyczyną chorób układu oddechowego u drobiu, cz. I – Ornitobakterioza. Polskie Drobiarstwo, 10(22): 6-9.
25. Wilkanowska A. 2010. Indyki – gatunek najbardziej podatny na ornitobakteriozę. Indyk Polski, 4: 35-37.
26. Hassanzadeh M., Karrimi V., Fallah N., Ashrafi I. 2010. Molecular characterization of Ornithobacterium rhinotracheale isolated from broiler chicken flocks in Iran. Turkish Journal of Veterinary and Animal Sciences, 34(4): 373-378.
27. Kilic A., Timurkaan N., Ertas H.B., Yilmaz F. 2009. Pathological examination and bacterial reisolation by culture and PCR of experimental Ornithobacterium rhinotracheale infection in broiler chickens. Revue de Médecine Vétérinaire, 160(3): 140-144.
28. Mirzaie S., Hassanzdeh M., Bozorgmehrifard M.H., Banani M. 2011. Isolation and characterization of Ornithobacterium rhinotracheale in the commercial turkey, quail flocks and domestic pigeons by bacteriological and molecular methods. Archives of Razi Institute, 6(2): 121-127.
29. Pan Q., Liu A., Zhang F., Ling Y., Ou C., Hou N., He, C. 2012. Co-infection of broilers with Ornithobacterium rhinotracheale and H9N2 avian influenza virus. BMC Veterinary Research, 8(1): 1-7.
30. Rumińska E. 2003. Ornitobakterioza ptaków – problem coraz bardziej aktualny. Magazyn Weterynaryjny, 7(12): 43-45.
31. Asadpour Y., Banani M., Pourbakhsh S.A. 2011. Isolation, identification and antibiotic sensitivity determination of Ornithobacterium rhinotracheale in slaughtering broiler chicken flocks of guilan province. Iranian Journal of Veterinary Research, 12(4): 345-349.
32. Türkyilmaz S. 2005. Isolation and serotyping of Ornithobacterium rhinotracheale from poultry. Turkish Journal of Veterinary and Animal Sciences, 29(6): 1299-1304.
33. Devriese L.A., De Herdt P., Haesebrouck F. 2001. Antibiotic sensitivity and resistance in Ornithobacterium rhinotracheale strains from Belgian broiler chickens. Avian Pathology, 30(3): 197-200.
34. Mayahi M., Gharibi D., Ghadimipour R. 2016. Isolation, identification and antimicrobial sensitivity of Ornithobacterium rhinotracheale in broilers chicken flocks of Khuzestan, Iran. Veterinary Research Forum, Faculty of Veterinary Medicine, Urmia University, 7(4): 337-342.